第一篇：土壤原位多相抽提技術

土壤原位多相抽提技術

1技術適用性

1.1適用的介質：污染土壤和地下水。

1.2可處理的污染物類型：適用于易揮發的污染氣體和易流動的非水相污染液體（NAPL，如汽油、柴油、有機溶劑等)。密度小于水的稱為LNAPL（Light NAPL），也稱為輕質油，通常為石油產品，如柴油、苯、二甲苯等；密度大于水的稱為DNAPL（Density LNAPL），也成為重油，通常為含鹵素的有機溶劑（如PCE，PCB）和農藥（DDT），還有焦化產物，如煤焦油。

1.3應用限制條件：不宜用于滲透性差或者地下水水位變動較大的場地。

2技術介紹

2.1原理：通過真空提取手段，抽取地下污染區域的土壤氣體、地下水和浮油層到地面進行相分離及處理，以控制和修復土壤與地下水中的有機污染物。

2.2系統構成和主要設備：該系統主要由中央控制系統、多相抽提系統、多相分離系統、污染物處理系統四個主要部分構成。系統主要設備包括PLC控制設備、真空泵、氣液分離器、油水分離器、氣體處理設備、污水處理設備等。

多相抽提是指同時抽取污染區域的氣體和液體（包括土壤氣體、地下水和NAPL），把氣態、水溶態以及非水溶性液態污染物從地下抽吸到地面上的處理系統中。多相分離是指對抽出物進行的氣－液及油－水分離過程。油水分離可利用重力沉降原理除去浮油層，分離出含油量低的水。污染物處理是指經過多相分離后，含有污染物的流體被分為氣相、液相和有機相等形態，結合常規的環境工程處理方法進行相應的處理處置。氣相中污染物的處理方法目前主要有熱氧化法、催化氧化法、吸附法、濃縮法、生物過濾及膜法過濾等。液相污染物處理目前主要采用膜法（反滲透和超濾）、生化法（活性污泥）和物化法等技術，并根據相應的排放標準選擇配套的水處理設備。2.3關鍵技術參數或指標

2.3.1技術適用性的關鍵技術參數，主要分為水文地質條件和污染物條件兩個方面：

2.3.2工藝運行一般關鍵技術參數：（1）抽提井采用UPVC材質，井徑25mm，井深3.5m，影響半徑約6.0m，其中篩管位于地下1m 至地下3m 的位置。（2）多相抽提中試系統的運行以單個抽提井逐一輪流抽提方式進行，總共運行25天。（3）單個抽提井每天的抽提時間在0.5小時內，25天的累積抽提時間共約8小時。（4）抽提時系統真空度控制在-0.065 MPa，抽提井井頭真空度控制在-0.03MPa，平均氣體抽提流量為80~100 升/分鐘（L/min）。

3技術應用基礎和前期準備

在技術應用前，需開展可行性測試，以對其適用性和效果進行評價和提供設計參數。參數包括：土壤性質（滲透性、孔隙率、有機質等）、土壤氣壓、地下水水位、污染物在土、水、氣相中的濃度、生物降解參數（微生物種類、氮磷濃度、O2、CO2、CH4 等）、地下水水文地球化學參數（氧化還原電位、pH、電導率、溶解氧、無機離子濃度等）、NAPL厚度和污染面積、氣/液抽提流量、井頭真空度、NAPL回收量、污染物回收量、真空影響半徑等。

4主要實施過程

（1）建立地下水抽提井，井與井間距應在水力影響半徑范圍內。抽提井中的NAPL和受污染的地下水首先會通過泵被抽出地面；在抽提井附近區域的NAPL會隨著地下水對井的補給一起進入抽提井內而被抽出。對于有DNAPL存在的場地，抽提井的深度應達到隔水層頂部。（2）整個抽提管路應保持良好的密閉性，包括井口、管路、接口等。抽提開始后，根據觀測流量，調節真空度及抽提管位置，使系統穩定運行。

（3）被水氣兩用泵抽出的土壤氣體、地下水以及NAPL會在氣水分離器內進行氣水分離。分離出的氣相部分通過真空泵排入氣體處置裝置；分離出的液相部分則進入油水分離器內。（4）液相在油水分離器內通過重力分離，得到的上層LNAPL和下層DNAPL污染物作為危險廢物處置；受污染的地下水則通過污水泵送至現場污水處理站處理后達標排放。（5）工藝流程圖。

5運行維護和監測

運行維護包括NAPL收集、抽提井真空度調節、泵流量調節、沉積物清理、儀表和電路及管路檢修和校正等。同時，為有效地評估土壤原位多相抽提系統對地下環境的影響，需在運行過程中持續監測系統的物理及機械參數（抽提井和監測井內的真空度、抽提井內的地下水降深、抽提地下水體積、單井流量、風機進口流量、抽提井附近地下水位變化等）、化學指標（氣相污染物濃度、氣/水排放口污染物濃度、抽提地下水污染物濃度、NAPL組成變化等），以及生物相關指標（溶解性氣體、氮和磷濃度、BOD、pH值、氧化還原電位、微生物數量等）。此外，為避免二次污染，應對廢水和尾氣處理設施的效果進行定期監測，以便及時采取應對措施。

6修復周期及參考成本

土壤原位多相抽提技術的處理周期與場地水文地質條件和污染物性質密切相關，一般需通過場地中試確定。通常應用該技術清理污染源區的速度相對較快，一般需要1-24個月的時間。其處理成本與污染物濃度和工程規模等因素相關，具體成本包括建設施工投資、設備投資、運行管理費用等支出。根據國內中試工程案例，每處理1千克NAPL的成本約385 元。

7國外應用情況

MPE 技術在國外已被廣泛應用，技術相對比較成熟，國外部分應用案例信息如表14-2所示。同時，美國陸軍工程部等機構已制定并發布了本技術的工程設計手冊。

第二篇：RNA抽提知識

RNA抽提

1：RNA抽提原理

簡單地講，RNA抽提包含樣品的裂解和純化兩大步驟。裂解是使樣品中的RNA游離在裂解體系中的過程，純化則是使RNA與裂解體系中的其它成分，如DNA、蛋白質、鹽及其它雜質徹底分離的過程。Trizol試劑的出現基本能解決絕大部分樣品RNA抽提，該方法已經成為了 RNA 抽提的主流。

2：了解你的實驗樣品

如果你研究某個實驗樣品，并且要抽提它的RNA，以下的信息一定要先行收集：該樣品的RNA含量、酶含量、特殊雜質含量。如果你對樣品的特點一無所知，當樣品稍微有一點復雜時，抽提RNA的實驗就會碰到許多問題。以血液為例，如果你不知道鳥的血液中有核細胞的含量是人血的千倍左右，而使用人血一樣的起始量去抽提鳥血的基因組 DNA，怎么可能成功？失敗了又怎么知道原因所在？同時，只有對實驗樣品有所了解，才能正確選擇抽提方法。但同時提醒的是：沒有信息是可怕的，更可怕的是將錯誤的信息當真的了。

3：實驗樣品量的取用

樣品與Trizol的比例。這個問題非常重要，應該獲得足夠的重視。Trizol的Protocol，提供了一個簡單的比例，1ml 裂解液可以用于 50-100mg 組織或5-10X106個細胞；我的建議是，樣品量絕對要小于資料所提供的。起始樣品用多大，并沒有具體的說法。如果不是樣品量有限，則以能抽提出滿足數次成功實驗所需的RNA，作為決定樣品起始量的基礎，會比較合理的。不要因為 1ml 裂解液可以抽提 100mg 樣品，就一定使用 100mg 樣品。裂解液的用量，表面上與抽提的結果(純度及得率)沒有關系，然而，在實際操作中，對結果是有比較大的影響的。裂解液的用量原則是：確保能徹底裂解樣品，同時使裂解體系中核酸的濃度適中。濃度過低，將導致沉淀效率低，影響得率；濃度過高，去除雜質的過程復雜且不徹底，導致純度下降。不同得樣品其RNA含量差別很大。高豐度(2-4ug/mg)的如肝臟，胰腺，心臟，中豐度(0.05-2ug/mg)的如腦，胚胎，腎臟，肺，胸腺，卵巢，低豐度(<0.05ug/mg)的如膀胱，骨，脂肪。考慮后續實驗，一般情況下，高豐度的樣品取用量大概是10-20mg/ml Trizol,中豐度樣品50mg/ml Trizol,低豐度樣品我們可以根據客戶提供的實驗樣品量酌情取用。重申一下，不是越多越好，在考慮樣品在1ml Trizol里能充分裂解的同時，還得考慮大量的樣品可能也會帶來大量的雜質！利用Trizol試劑抽提血清樣品時，Trizol /血清比值不要小于7/3。石蠟樣品由于RNA降解嚴重，含量大打折扣，所以取樣時應該按低豐度樣品原則取用。

3：裂解方法

裂解的目的就是破壞細胞的結構，釋放出里面的RNA，使其溶解于裂解液中。絕大部分樣品的裂解，比如凍存的細胞，心、肝、脾、肺、腎等，利用Trizol試劑，普通的勻漿方法就可以達到滿意的效果！但是如果碰到比較特殊的樣品，我們可能要附加一些其他的輔助手段。1）骨骼。骨骼組織質地堅硬，普通的勻漿器根本無法使其破碎，以致RNA不能完全釋放溶解在TRIZOL試劑中，碰到這種類型的樣品，我們必須先利用液氮把樣品破碎成粉末狀，Trizol懸浮混勻再利用Minibeadbeater勻漿5分鐘。取上清, 2000g 4℃離心5min再取上清 去沉淀。2）細菌 Trizol雖然對細胞的裂解效果出眾，但是對細菌堅韌的細胞壁還是無可奈何，這時我們可以利用超聲來輔助破壁。將細菌重懸于300ul的Trizol中，置于Bioruptor冰水浴中，M 檔 30s “on”、30“off”超聲處理1—2 min.取出用Trizol將體積補至1ml。3)酵母 酵母細胞跟細菌一樣，還是因為細胞壁的原因，不能充分裂解。Zymolyase在37℃ 40分鐘可以很好的消化掉酵母細胞壁，這里需要提醒的是消化緩沖液不能有外源性RNA酶污染，最好附加使用RNA酶抑制劑，做好了這點就不用擔心這步有RNA降解的問題。4）石蠟包埋樣品 石蠟包埋的組織樣品在加Trizol裂解前必須先脫蠟，脫蠟的效果直接影響后續實驗，所以我們為使脫蠟充分，選用高溫脫蠟與二甲苯脫蠟相結合的兩步脫蠟法。脫蠟后加入Trizol勻漿。5）脂肪 脂肪組織可以直接用Trizol 勻漿，這里需要提醒的是脂肪組織勻漿后，需室溫靜置5min，再室溫7500g 離心5分鐘，去除上面的脂肪層再繼續后續實驗！

4：分相

Trizol里含有的物質之一“酚”去除蛋白質是有一定的飽和度的。超過了該飽和度，裂解體系中的蛋白質不會被一次去除，裂解勻漿后的樣品，按1ml Trizol 加200ul 的氯仿，震蕩離心，絕大部分樣品在這一步是不需要用特殊方法對待的，但對于蛋白含量比較高的組織樣品必須要二次抽提，甚至多次抽提方可徹底去除。這里要著重提到的是血清樣品！離心分相后，取上清這一步是分相實驗的操作難點，一定要謹慎，萬不可混入有機相污染，原則是寧缺勿濫！

5:異丙醇的沉淀

異丙醇的沉淀，目的是使RNA從裂解體系中沉淀下來，從而實現RNA與其它雜質 – 主要是鹽 – 的分離。實際操作中，有的雜質也會與RNA一起被醇沉淀下來，尤其是當其它雜質的濃度也比較高的時候。異丙醇的沉淀并不是非常特異性的，有機大分子及一些鹽，當濃度達到一定水平后，都可能同步被沉淀下來。在不影響后續實驗的情況下，我們是可以忽略這些鹽污染。有些實驗樣品，由于前期用藥物或某種方法處理過，導致會殘留有一些特殊的雜質，之所以殘留，往往是因為這些雜質與RNA有一些相似性：你沉淀我沉淀，你吸附我吸附。這些特點決定了它們往往是非常強的酶抑制劑，對后續實驗影響非常大。這里介紹有幾種方法除去這些雜質：1）TRIzol 提供的一個沉淀方案：一半異丙醇加一半高鹽溶液替代純粹的異丙醇，可以大大降低多糖殘留。2）介質純化：遇到一些與RNA共同沉淀下來且影響后續實驗的一些雜質，可以利用BioMag公司提供的連有 Oligo dT的磁珠純化出總RNA中的mRNA，這個方法優點是基本能解決絕大多數有雜質污染的總RNA（目前沒有遇到這種方法處理不了的），缺點是成本比較高。對與RNA含量少的樣品，直接異丙醇沉淀得率會很低，而且基本看不見沉淀物，這也會給后續的操作帶來很大的麻煩，進一步損失RNA。遇到這種情況我們可以使用一種媒介(Golycogen)跟RNA共同沉淀下來，這種媒介物質既能很好的跟RNA共同沉淀下來，又不會影響后續實驗。不要迷信試劑說明書里的標準方法；有時，使用標準方法碰到問題在標準方法中是找不到答案的，要具體問題具體分析。

6：洗滌

洗滌注意四點：首先一定要將沉淀懸浮起來；第二就是要有一定的時間，尤其是當RNA沉淀比較大時 ；第三是少量多次；第四則是去上清要徹底。在異丙醇沉淀后，絕大多數時是能看見管底的白色沉淀，但還是有時候是看不見的，即使是加過Golycogen的。遇到這種情況不要慌，沒看見不等于沒有，遇到這種情況可以先用移液器小心的吸去上清，注意槍頭不要碰到管壁。加入75%乙醇，上下顛倒幾次，短暫離心后用移液器吸去上清，同時仔細觀察管壁是否有掛液。如果有，那沒問題，可以確定沉淀都附在管壁上了。

7：RNA的溶解和保存

純化后的RNA溶解以水為主，用無Rnase酶的水溶解的RNA基本上還算穩定，其穩定與溫度成反比，與濃度成正比。所以抽提好的RNA應盡快保存在-70℃，避免反復凍融，同時注意不要把濃度稀釋的太低，大概保持在1000ng/ul。如果溫度合適，保存中RNA發生降解或者消失，其原因應該是酶殘留導致的酶解。

8：RNA質量的檢測問題

將抽提好的RNA直接用于后續的實驗，是唯一可靠的檢測方法；除此之外的檢測方法，都是相對的，不可全信。目前實驗室用于正式實驗前檢測RNA質量的方法，一是電泳，二是NANO-Drop。電泳檢測的主要是RNA的完整性和大小，該方法還是比較可信的；同時電泳還可以用于估計核酸的濃度，其準確度與經驗有關；另外，電泳也可能提供某些雜質污染的信息，但是同樣與經驗有關。NANO-Drop檢測的是純度和核酸含量。然而，由于NANO-Drop不能確保非常準確，所以，提供的結果并不十分可信。一般講，同時進行NANO-Drop檢測和電泳檢測，綜合二者的結果，可以做出一個更合理的判斷。但由于這兩個方法都有缺陷，所以，即使出現壞的結果能用于后續實驗而好的結果卻不能用于后續實驗，也不用大驚小怪。（A260/A280 比值低 – 蛋白質殘留但更可能是苯酚殘留。A260 值提示的含量與電泳檢測時提示的含量有可見的誤差可初步判斷是苯酚殘留。）

第三篇：酵母抽提物生產流程

酵母提取物

前處理和自溶：

廢酵母→清水洗滌→過濾→酵母泥→加水調至含干酵母10％～15％→調pH至4．5→夾層熱保溫45℃～55℃→自溶24小時。

自溶期間每隔1小時開動攪拌2～5分鐘，攪拌有利于酶類和酵母內大分子物質充分接觸，提高單位接觸面底物的濃度，從而加快細胞內酶的反應速度。

為了加速細胞的自溶，還可添加2％～3％的氯化鈉，其對提高抽提物得率和上清液氨基氮含量有一定促進作用。

酶解：

自溶結束后，在自溶酵母液中加入0.2％復合酶，調整物料pH為7．0，在50℃條件下酶解24小時。酶解結束后，經納米對撞機在150MP～200MP下進行破碎。其作用原理是：物料形成150MP以上的高壓射流，經分流裝置被分成兩股，然后，兩股高壓射流體在一個腔體內發生對撞，產生瞬時高壓使振蕩片振蕩，形成頻率高達20000赫茲以上的超聲波，酵母細胞在對撞和超聲波的強大壓力的共同作用下發生納米級破碎。經納米對撞機處理后，用顯微鏡檢測，混合物料中大多數為空腔細胞和大量碎片，酵母細胞壁的破碎率可達97．9％，抽提物得率為91．8％。破碎液經進一步純化、濃縮后可制得淡黃色的膠木抽提物制品。

采用上述方法制得的酵母抽提物，肌苷酸（I）含量為1．27g／100g，鳥苷酸（G）含量為1．498g／100g牞（I＋G）為2．76g／100g。與日本日研公司同類產品相比，指標分別提高294．4％、626．82％、413．96％。具體工藝：廢酵母預處理【120目過篩→脫苦→調整母液濃度(10%~15%)→加促進劑（2%Nacl）→自溶（溫度50℃，pH5.2～6.0，24h）】→酶解（0.2%,pH7.0，50℃，24h）→納米對撞機破碎（150MP～200MP，循環2～4次）→加麥芽根酶解酶（70℃，3～4h）→加熱滅酶（95℃，10分鐘）→離心分離→酵母上清液濃縮→酵母抽提物產品。

以上所述啤酒酵母抽提物的提取技術，其關鍵點是將傳統的自溶、酶解方法與先進的納米破碎技術相結合，利用高壓撞擊作用破碎酵母細胞壁，從而使其內容物最大限度溶出，提高制品中氨基酸含量。

第四篇：血液標本抽提DNA

抗凝全血中提取DNA

準備： 配制80%異丙醇和70%乙醇各1ml備用。選擇2ml的 離心管。血液的體積為2ml。先向2ml的離心管中加入1ml的血液。后加入1ml的buffer MG-A，劇烈搖晃20次；10000xg 離心30s，緩慢倒掉上清。再加入1ml的血液，再加入1ml的buffer MG-A，劇烈搖晃20次；10000xg 離心30s，緩慢倒掉上清。注意： 使用底部帶有棱角的離心管，以防倒上清時，沉淀滑出離心管。

如果血液體積超過1/2離心管的體積，可分兩次進行處理。目的：buffer MG-A的作用是快速裂解細胞，并且促使DNA形成容易沉淀的凝聚物。加入1ml的buffer MG-A。Vortex充分震蕩，10000xg 離心 30s，緩慢倒掉上清。加入1ml的buffer MGS, Vortex充分震蕩，10000xg 離心30s，緩慢倒掉上清。將離心管倒扣在吸水上2min；或者簡短離心，仔細吸除殘留的上清。

目的： 洗滌去除DNA凝聚物中的蛋白。加入1ml buffer MGL和10ul Proteinase K，Vortex震蕩懸浮沉淀。6 65℃水浴30min（或者更長時間，可過夜），間斷搖晃混合。目的：降解蛋白，釋放DNA 10000xg 離心 30s，將上清緩慢倒入一個干凈的2ml的離心管，加入800ul 80%異丙醇；緩慢翻轉離心管20次（出現絲狀或簇裝DNA凝聚物）,再劇烈搖晃20次使DNA凝聚物變得更緊密。10000xg 30s，緩慢倒掉上清。

注意： 在出現絲狀或簇狀DNA凝聚物后，需劇烈搖晃去除可能包裹在DNA凝膠中的溶液，不然最后DNA溶解困難，或DNA中有鹽殘留。

在出現DNA凝聚物之前，DNA為溶解狀態，需要緩慢翻轉離心管。目的：異丙醇能夠沉淀DNA 加入1000ul 70% 乙醇，劇烈搖晃20次；10000xg 離心 30s，緩慢倒掉上清。

目的：洗滌去除鹽成分。將離心管倒置在干凈的吸水紙上至少5min，或者簡短離心，仔細吸除殘留的乙醇（勿吸除沉淀）。室溫放置10min或者37℃ 放置5min揮發乙醇，干燥至DNA沉淀為半濕潤狀態，無酒精味，效果最佳。目的：干燥揮發乙醇。加入至少200ulTE，提速Vortex 震蕩5s或者劇烈搖晃10次，65℃水浴10-60min 溶解DNA，水浴5min后輕彈離心管底部打散DNA凝聚物（一般繼續水浴10min 后即可完全溶解）；或者65℃水浴過夜。

注意：水浴后，DNA為溶解狀態，應避免劇烈操作。目的：溶解DNA。

第五篇：血液總RNA抽提

血液總RNA抽提

1.取250ul血清加入750ul Trizol LS（用于液體中RNA的抽提）中，劇烈震蕩，靜置。2.加入200ul 三氯甲烷，劇烈震蕩，靜置10min。3.4度，12000g 離心15min。4.吸上清至新的EP管，加入500ul(與所吸出的上清比列為1:1)異丙醇，并加入1ul的糖原，輕輕上下顛倒混勻，-20度冰箱沉淀過夜。5.4度，12000g 離心15min。留沉淀（RNA），將上清倒掉，加入1ml 75%的乙醇（DEPC水配），上下顛倒，洗滌RNA沉淀。6.4度7500g離心10min。去上清，將沉淀晾干（不能太干）加入10ul左右的Rnase free 的水溶解即可。